Valle Vargas, Marcelo Fernando, autor

Encapsulación de probióticos: alternativa tecnológica para mejorar el cultivo de tilapia / Marcelo Fernando Valle Vargas, María Ximena Quintanilla Carvajal, Luisa Marcela Villamil Díaz, Ruth Yolanda Ruiz Pardo. -- Chía: Universidad de La Sabana, 2022

162 páginas; cm. (Colección Investigación)

Incluye bibliografía

ISBN 978-958-12-0606-3

e-ISBN 978-958-12-0607-0

doi: 10.5294/978-958-12-0606-3

1. Piscicultura 2. Probióticos 3. Estanques para peces I. Valle Vargas, Marcelo Fernando II. Quintanilla Carvajal, María Ximena III. Villamil Díaz, Luisa Marcela IV. Ruiz Pardo, Ruth Yolanda V. Universidad de La Sabana (Colombia). III. Tit.

CDD 639.3

CO-ChULS

RESERVADOS TODOS LOS DERECHOS

© Universidad de La Sabana

Facultad de Ingeniería

Doctorado en Biociencias

© Marcelo Fernando Valle Vargas

© María Ximena Quintanilla Carvajal

© Luisa Marcela Villamil Díaz

© Ruth Yolanda Ruiz Pardo

Primera edición: abril de 2022

ISBN 978-958-12-0606-3

e-ISBN 978-958-12-0607-0

doi: 10.5294/978-958-12-0606-3

1000 ejemplares

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IMPRESIÓN

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Queda prohibida la reproducción parcial o total de este libro, sin la autorización de los titulares del copyright, por cualquier medio, comprendidos la reprografía y el tratamiento informático. Esta edición y sus características gráficas son propiedad de la Universidad de La Sabana.

Este libro es producto de la tesis doctoral en curso: Efecto de la suplementación de un probiótico tipo consorcio encapsulado sobre parámetros productivos en tilapia nilótica (Oreochromis niloticus)

Estudiante: Marcelo Valle

Doctorado en Biociencias

Nota: esta tesis no está ligada a ningún proyecto de investigación que tenga financiación activa.

Diseño epub:
Hipertexto – Netizen Digital Solutions

Contenido

Introducción

1. Cultivo de tilapia en Colombia

Antecedentes de la llegada de la tilapia a Colombia

Generalidades de la tilapia

Proceso productivo de la tilapia

Enfermedades en el cultivo de tilapia

Uso de antibióticos en cultivo de tilapia

2. Uso de probióticos en tilapia

Definición, características y clasificación

Mecanismos de acción y beneficios de los probióticos

Fuentes para el aislamiento de microorganismos probióticos

Probióticos utilizados en el cultivo de tilapia

Métodos de administración de los probióticos a los peces

Regulación del uso de probióticos en alimentación animal

3. Producción de probióticos

Proceso de producción de probióticos

Medios de cultivo

Formulación de medios de cultivo

4. Encapsulación de probióticos para alimentación de tilapia

Encapsulación

Uso de probióticos encapsulados en alimentación de peces

Parámetros de evaluación de procesamiento in vitro e in vivo de los encapsulados

5. Metodologías para evaluar el proceso de encapsulación, parámetros in vitro e in vivo

Parámetros de encapsulación

Parámetros in vitro

Parámetros in vivo para evaluación de probióticos encapsulados

Conclusiones y perspectivas

Referencias

Nota al pie

Autores

Introducción

Para el año 2050, la producción mundial de alimentos tendrá que incrementarse en un 60% para satisfacer la demanda de una población de 9.700 millones de personas (FAO, 2017a). Con tal perspectiva, la Organización de las Naciones Unidas (ONU) estableció la Agenda 2030 para el Desarrollo Sostenible, en la cual se plantearon diferentes políticas orientadas al cumplimento de los Objetivos del Desarrollo Sostenibles (ODS), donde se destaca la importancia de la agricultura y alimentación (FAO, 2015). En este contexto, la acuicultura es una actividad con un alto potencial en el cumplimiento de varios de los ODS, siempre y cuando se implementen acciones de tecnificación para reducir la huella ecológica de esta actividad y se mejoren los indicadores de sostenibilidad. De esta manera, la acuicultura aportaría a lograr varios objetivos: hambre cero (objetivo 2), agua limpia y saneamiento (objetivo 6), trabajo decente y crecimiento económico (objetivo 8), producción y consumo responsables (objetivo 12) y uso sostenible de los recursos y ecosistemas acuáticos (objetivo 14), y así contribuiría a la mitigación del cambio climático, entre otros beneficios (FAO, 2017b).

La producción mundial de la pesca y la acuicultura en el periodo 2016-2018 tuvo un incremento del 7,26%, pasando de 166 a 179 millones de toneladas. En el 2018, el 45,81% de la producción mundial correspondió al sector acuícola, siendo la tilapia y la carpa las especies más cultivadas (FAO, 2020). La acuicultura en Colombia sigue las tendencias de producción global con números de producción crecientes. Según el Ministerio de Agricultura y Desarrollo Sostenible, durante el período 2010-2019, la producción piscícola en el país aumentó en un 144,45%, pasando de 67.679 a 165.444 toneladas, con el cultivo de tilapia representando el 58% de la producción total del 2019, seguido del de cachama (19%), trucha (16%) y otras especies nativas (7%). Para ese año, esta industria generó cerca de 50.000 empleos directos y 150.000 indirectos. Por otra parte, los productos acuícolas se consumen en los mercados locales y también se exportan, principalmente a Estados Unidos (MADR, 2020). En el caso de tilapia, para el año 2020 las exportaciones fueron de 11.595 toneladas, lo que representó un aumento del 65% con respecto al año anterior, cuando se exportaron 7.204 toneladas. Las exportaciones de tilapia representaron un valor comercial aproximado de US$60 millones para el año 2020 (MADR, 2021). Los principales destinos de la producción de tilapia fueron EE.UU. (95,8%) y, en menor proporción, Perú y Reino Unido (MINCIT, 2021).

El aumento de la demanda de pescado a nivel mundial, regional y nacional ha llevado a la intensificación del cultivo de peces, por lo que es frecuente el deterioro de las condiciones ambientales y, por ende, el aumento del estrés en los peces cultivados, la ruptura de las barreras naturales que usualmente hay entre el hospedero y el patógeno y, por lo tanto, una mayor susceptibilidad a agentes infecciosos (Troell et al., 2017; Karvonen et al., 2021; Zarantoniello et al., 2021), dando como resultado una disminución en la producción acuícola (FAO, 2017a). En el caso del cultivo tilapia, los patógenos más comunes que atacan a esta especie son bacterias, parásitos y virus (Dong et al., 2015; Chitmanat et al., 2016), aunque también se presentan coinfecciones por dos o más patógenos, las cuales con frecuencia son poco atendidas y pueden generar efectos adversos en la productividad de este cultivo (Abdel‐Latif et al., 2020; Kotob et al., 2016).

Para incrementar la productividad y supervivencia de los peces, se ha recurrido al uso de antibióticos, los cuales han dado buenos resultados en el tratamiento de infecciones bacterianas del pez (Romero et al., 2012; FAO, 2005); sin embargo, su uso excesivo o en dosis inadecuadas ha sido asociado a la aparición y propagación de genes de resistencia a antimicrobianos en las bacterias comúnmente asociadas a los peces cultivados (Miranda et al., 2018). La resistencia a los antibióticos en la acuicultura se puede transferir a cepas clínicamente importantes del entorno natural mediante la transferencia horizontal de genes, lo que afecta a todo el ecosistema (Preena et al., 2020; Watts et al., 2017). Además, existe la preocupación por la acumulación de los antibióticos en el ambiente y su posible efecto adverso en los ecosistemas adyacentes a las granjas de cultivo (Zheng et al., 2021; Watts et al., 2017).

El uso de probióticos es una alternativa al uso de antibióticos, más respetuosa con el ambiente y sostenible. Los probióticos se han utilizado en acuicultura en las últimas tres décadas y con mayor énfasis desde el año 2000 (Melo‐Bolívar et al., 2021). A diferencia de otras estrategias de control de enfermedades en acuicultura, la ventaja del uso de probióticos radica en sus múltiples mecanismos para conferir beneficios a los peces cultivados y al entorno (Zorriehzahra et al., 2016; Jahangiri y Esteban, 2018).

La palabra probiótico tiene un origen griego: pro y bios, que colectivamente significan “para la vida”, por lo que son ampliamente considerados como microorganismos benéficos (Lauzon et al., 2014). Los probióticos son definidos como microorganismos vivos que, ingeridos en cantidades suficientes, tienen un efecto benéfico en la salud de hospedero (FAO, 2016). No obstante, recientemente se ha propuesto una nueva definición más amplia, en alusión a un microorganismo vivo o muerto e incluso a un componente de los microrganismos que actúan de diferentes modos, al conferir efectos benéficos al hospedero o al ambiente (Lazado y Caipang, 2014). Esta definición genera diferencias conceptuales profundas, como es la supuesta necesidad de colonización y supervivencia en el tracto gastrointestinal de los organismos cultivados, que indica la definición tradicional de los probióticos. Así mismo, abre la posibilidad del uso de metabolitos como enzimas, proteínas secretadas, ácidos grasos de cadena corta, vitaminas, biosurfactantes secretados, aminoácidos, péptidos, ácidos orgánicos, etc., denominados posbióticos, o de microrganismos no viables, denominados parabióticos (Barros et al., 2020; Nataraj et al., 2020).

El uso de probióticos es cada vez más común en el cultivo de peces continentales (Melo et al., 2020), dados sus efectos benéficos, como mayor crecimiento (ganancia de peso y talla), incremento en la absorción de nutrientes, mejora en la tasa de conversión alimentaria, modulación de la microbiota intestinal, mayor actividad intestinal, fortalecimiento del sistema inmune y capacidad de supervivencia frente a desafíos experimentales con bacterias patógenas, entre otros reportados en Colombia y otros países en distintos sistemas de cultivo (Pandiyan et al., 2013; Melo et al., 2020; Martínez et al., 2012; Kuebutornye, et al., 2020; Villamil et al., 2014; Villamil y Esguerra, 2017; Murillo y Villamil, 2011; Merrifield y Carnevali, 2014).

Los probióticos pueden ser suministrados a los peces de manera individual (más comúnmente) o en consorcio, con dos o más microorganismos que se suministran de manera simultánea al pez, buscando una sinergia que tenga efectos benéficos mayores a los que se obtendrían con el uso de los microorganismos de manera individual (Ouwehand et al., 2018; Timmerman et al., 2004). En el Grupo de Investigación de Procesos Agroindustriales de la Universidad de La Sabana, se publicó recientemente un artículo de revisión sobre el uso de probióticos en consorcio en peces comerciales de aguas continentales (Melo‐Bolívar et al., 2021), en el que, a partir de búsquedas bibliográficas en las bases de datos Scopus, Web of Science y PubMed, fue posible seleccionar 81 artículos que evaluaron la suplementación con probióticos de múltiples cepas durante ensayos in vivo en tilapia nilótica (Oreochromis niloticus), trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss), carpa común (Cyprinus carpio) y rohu (Labeo rohita); sin embargo, solo 13 artículos incluían el probiótico individual como control para hacer comparación directa con la mezcla de bacterias probióticas y determinar de esta manera si la mezcla ofrecía mayores beneficios, en comparación con un probiótico seleccionado y un grupo de control sin suplementación con probióticos. Este hallazgo pone de manifiesto la necesidad de contar con estudios que permitan elucidar los efectos reales que pueden generar los probióticos, ya sea cuando se administran en consorcio o de manera individual, en aspectos relevantes, como el equilibrio de la microbiota intestinal, la activación del sistema inmunológico y su relación con el incremento en la productividad y supervivencia de los peces cultivados.

Aunque son muchos los beneficios que ofrecen los probióticos a la salud del pez, la selección de los mismos es una etapa crítica, por lo que es necesario la evaluación de parámetros in vitro, tales como actividad antimicrobiana, tolerancia en medio ácido/básico, tolerancia a sales biliares, susceptibilidad a medicamentos, capacidad de adherencia al intestino y formación de biopelículas o “biofilm”, etc., con el fin de determinar el o los probióticos que mejor se adapten a las necesidades de cada pez (Chauhan y Singh, 2019; Sayes et al., 2018; Villamil et al., 2002), así como la vía y dosis de administración, dependiendo de la etapa de cultivo (Villamil et al., 2010).

A pesar de la evidencia científica que existe sobre los beneficios de la colonización y crecimiento de los probióticos en el tracto gastrointestinal de los peces (Moroni et al., 2021; Merrifield y Carnevali, 2014), su viabilidad se puede ver afectada durante su almacenamiento, incorporación en el alimento (Masoomi et al., 2019) y/o paso por el tracto gastrointestinal del hospedero (Pinpimai et al., 2015; Pirarat et al., 2015). Esto último es debido a que los probióticos son susceptibles a la disminución de su concentración por condiciones adversas, como el bajo pH (1-3) de los jugos gástricos y la acción de sales biliares, lo cual causa que a su llegada al intestino no estén en la concentración adecuada y, por ende, no puedan tener el efecto benéfico esperado (Kumaree et al., 2015). Con el propósito de incrementar la viabilidad de los probióticos durante su almacenamiento, inclusión en el alimento de los peces y extrusión, así como en el paso por el tracto gastrointestinal, se hace necesario el uso de técnicas de protección de los probióticos en estos ambientes. Dentro de estas técnicas se encuentra la encapsulación, la cual consiste en el atrapamiento de una sustancia (núcleo, material activo) dentro un material de pared (sólido, líquido) para la producción de partículas con un diámetro de pocos nanómetros a milímetros (Vidal, 2016). Los probióticos han sido encapsulados por diferentes técnicas, como secado por aspersión, liofilización, coacervación y gelificación iónica (Masoomi et al., 2019), siendo esta última una de la más empleadas, ya que no se aplican altas temperaturas durante el proceso (Yao et al., 2020). Por otra parte, técnicas como el eletrospinning (Ceylan et al., 2018; Zupančič et al., 2019; Feng et al., 2020) y la ventana refractiva (Aragón et al., 2019; Yoha et al., 2021; Yoha et al., 2020) han sido poco exploradas para encapsulación de probióticos. Si las condiciones del proceso de encapsulación, como temperatura, flujo de aire, flujo de alimentación, concentración de los materiales de pared, propiedades fisicoquímicas de los materiales de pared, entre otras, no son las adecuadas (Anandharamakrishnan y Ishwarya, 2015; Šipailienė y Petraitytė, 2018), el probiótico no estará protegido y, por ende, será susceptible a la reducción de su concentración durante la encapsulación, el almacenamiento, el transporte y el tránsito por el tracto gastrointestinal, debido a factores como el estrés mecánico, oxígeno, ácidos gástricos, enzimas digestivas y sales biliares (Yao et al., 2020).

Muchas investigaciones se han enfocado en la utilización de probióticos en alimentación de tilapia, siendo las más comunes las especies de los géneros Lactobacillus (L. rhamnosus, L. plantarum, L. acidophilus, L. casei, L. reuteri, L. delbrueckii), Lactococcus (L. lactis, principalmente), Bacillus (B. megaterium, B. subtilis, B. licheniformis, B. pumilis, Bacillus sp.), Bifidobacterium (B. breve, Bifidobacterium sp.), Saccharomyces (S. cerevisiae), entre otros (Adeoye et al., 2016; Chen et al., 2020; Gutiérrez et al., 2016; Ng et al., 2014; Standen et al., 2016; Sutthi y Doan, 2020; Van Doan et al., 2019; Villamil et al., 2014; Xia et al., 2018). No obstante, son pocas en las que se han encapsulado probióticos para tilapia (Agung et al., 2015; Pinpimai et al., 2015; Pirarat et al., 2015; Satyari et al., 2015a; Gioacchini et al., 2018; Satyari et al., 2015b), reportándose hasta el momento en Colombia una sola investigación de este tipo, la cual fue realizada por Gutiérrez et al. (2016), quienes alimentaron tilapia roja (Oreochromis spp.) con una dieta suplementada con un probiótico en consorcio encapsulado compuesto por B. megaterium, Bacillus polymyxa y L. delbrueckii.

Teniendo en cuenta la contextualización que se ha planteado en las anteriores líneas, se espera que este libro contribuya en los ámbitos académico, científico, industrial, económico, social y ambiental. En lo académico y científico, ya que con la información presentada se pueden generar ideas que conlleven la estructuración de proyectos de investigación que den como resultado la generación de nuevo conocimiento, junto con su apropiación y circulación. De este modo, podrá ser utilizado en la acuicultura, especialmente en el cultivo de tilapia y peces continentales, como también en el desarrollo de futuras investigaciones con peces marinos, todo con el objetivo de mejorar la productividad, lo que podría generar mayores ingresos a los empresarios, oportunidades de empleo y bienestar social. Adicionalmente, buscando asimismo la consecución de los Objetivos del Desarrollo Sostenible, gracias a la reducción en el uso de antibióticos, se tendrá menor impacto ambiental.

Como se vio, la acuicultura –y, en este caso, especialmente la piscicultura– juega un papel fundamental en la seguridad alimentaria del país (Meriño et al., 2013; Cruz et al., 2011). Según la Encuesta Nacional de la Situación Nutricional (ENSIN) de 2015 (MSPS, 2015), la prevalencia nacional de Inseguridad Alimentaria en el Hogar (INSAH) fue del 54,2%, donde 31,9% de los hogares tenían inseguridad alimentaria leve, 13,8% de los hogares tenían inseguridad alimentaria moderada y 8,5% severa. Es importante destacar que el departamento de La Guajira presentó una INSAH total de 69,3%, donde la severidad alcanzó el 25,5%, según el Ministerio de Salud y Protección Social (2020). Cabe resaltar que en este departamento se encuentra la mayor población indígena de Colombia, los wayúu, con cerca de 270.000 personas, de las cuales el 97% vive en el área rural, lo cual dificulta el acceso a alimentos, salud y agua potable. El 77% de las familias wayúu no tienen acceso a alimentos en la cantidad y calidad nutricional suficiente que les permitan llevar una vida activa y saludable. Además, según datos del censo poblacional del 2018, 90% de la población de La Guajira trabaja en el sector informal desarrollando actividades como el turismo, la hotelería y el comercio en la frontera con Venezuela (Human Right Watch, 2020). Por lo tanto, la acuicultura es una actividad esencial para mejorar la seguridad alimentaria y generar oportunidades de empleo (FAO, 2017b), en lugares como La Guajira, donde la falta de acceso a los alimentos y la desnutrición están bastante extendidas en las poblaciones vulnerables, en especial en aquellas que viven en las zonas rurales (Cotes et al., 2016). Por estas razones, el Departamento de La Guajira, en su Plan Departamental de Desarrollo 2020-2023, indica que las acciones de fomento de la acuicultura y pesca deben estar orientadas a impulsar emprendimientos y generar oportunidades de reconversión laboral, esto mediante la creación de incentivos y acceso a créditos y mecanismos de financiación para proyectos en este sector, fortaleciéndolo a través de la infraestructura adecuada, el encadenamiento productivo y su tecnificación (Gobernación de La Guajira, 2020).

Toda la temática anteriormente expuesta será desarrollada con mayor detalle en este libro, el cual está estructurado de la siguiente manera: generalidades de la tilapia y su cultivo (capítulo 1), uso de probióticos en tilapia (capítulo 2), producción de probióticos (capítulo 3), encapsulación de probióticos destinados a la alimentación de tilapia (capítulo 4) y descripción de algunas metodologías para la evaluación de parámetros de proceso, parámetros in vitro e in vivo (capítulo 5), en la encapsulación como técnica de protección para probióticos que se destinan a la alimentación de tilapia.

1. Cultivo de tilapia en Colombia

Resumen

La tilapia es una especie originaria de los ríos africanos, introducida en Colombia con fines de repoblamiento y diversificación de especies ícticas cultivables a finales de los años ochenta. La tilapia y sus híbridos son peces con ventajas productivas, como alta resistencia a condiciones de cultivo adversas y reproducción y mantenimiento relativamente fácil. No obstante, se han reportado mortalidades y pérdidas económicas en el país y el mundo causadas por enfermedades de origen bacteriano, viral y parasitario. Con el objetivo de incrementar la productividad y sostenibilidad del sector piscícola, es necesario generar alternativas biotecnológicas como nuevos productos prebióticos, probióticos, inmunoestimulantes, vacunas, etc., que eviten el uso indiscriminado de antibióticos y sus potenciales efectos adversos en los peces, el ambiente y los consumidores.

Palabras clave: Antibióticos, enfermedades, Oreochromis niloticus, Oreochromis spp., tilapia.

Antecedentes de la llegada de la tilapia a Colombia

La acuicultura en Colombia se inició hacia 1938 con la introducción de la trucha arcoíris (O. mykiss), una especie exótica, con el fin de repoblar lagunas de aguas frías de la Región Andina. A finales de 1970, en búsqueda de diversificar las fuentes de ingreso de los pequeños productores campesinos, se introdujo una nueva especie exótica: la tilapia roja (Oreochromis spp.) y a principios de 1980 se iniciaron trabajos con algunas especies nativas, principalmente con la cachama blanca (Piaractus brachypomus) y la negra (Colossoma macropomum) (Meriño et al., 2013; Sanabria, 2012). Posteriormente, con el éxito de la producción acuícola nacional, que se consolidó principalmente en los años noventa, con el cultivo de tilapia roja o mojarra roja y la exportación de filete fresco, principalmente a Estados Unidos. La Autoridad Nacional de Acuicultura y Pesca (AUNAP) declaró especies domesticadas la tilapia nilótica o plateada (Oreochromis niloticus), la tilapia roja (Oreochromis spp.) y la trucha arcoíris (O. mykiss) para el desarrollo de la acuicultura, mediante la Resolución 2287 del 29 de diciembre del 2015. El cultivo de tilapia desde entonces ha mostrado índices de crecimiento favorables, que la señalan como una de las actividades pecuarias más promisorias de la economía nacional, en especial con los resultados de incremento productivo, que sumó 11.595 toneladas exportadas, lo cual generó ventas por el orden de los US$60 millones de dólares durante 2020, con un aumento de 65% respecto al año anterior, lo cual es destacable, dada la crisis económica y de salud desatada en el mundo por la pandemia de COVID-19 (Agronegocios, 2021).

Generalidades de la tilapia

Originaria de África y Medio Oriente, la tilapia es un pez teleósteo, del orden Perciforme perteneciente a la familia Cichlidae. Es un pez resistente a medios adversos, como bajas concentraciones de oxígeno disuelto, cambios de temperatura y salinidad y altas densidades de siembra. Naturalmente, se alimentan principalmente de fitoplancton y en estado juvenil también consumen larvas de insectos y aceptan perfectamente alimentos concentrados (MADR e INCODER, 2006). En Colombia las especies más cultivadas comercialmente son la tilapia roja (Oreochromis spp.) y la tilapia nilótica (O. niloticus) (Meriño et al., 2013). Uno de los grandes inconvenientes que presenta la tilapia en su cultivo es el temprano desarrollo de su sistema reproductor (a partir de los 2-3 meses de cultivo), lo cual causa una elevada producción de peces en los estanques, afecta negativamente el crecimiento y la conversión alimentaria y da como resultado una disminución en la productividad y rentabilidad de los cultivos. Por lo tanto, se recomiendan los cultivos monosexo (solo machos), ya que estos exhiben un mayor crecimiento que las hembras (MADR e INCODER, 2006). Estos cultivos monosexo se logran principalmente por procesos de reversión sexual mediante el uso de hormonas; no obstante, el uso de hormonas ha suscitado recientemente preocupaciones, ante efectos genotóxicos, desregulación de sistema inmune del pez, afectación del medio ambiente y ecosistemas acuáticos (Abo-Al-Ela, 2018; Sayed y Moneeb, 2015), además de posibles efectos adversos en la salud humana (Megbowon y Mojekwu, 2014; Mlalila et al., 2015). Existen alternativas al uso de hormonas para la reversión sexual en la producción de cultivos monosexo, tales como el sexado manual, la hibridación interespecífica, la producción de poblaciones YY, el tratamiento térmico y el uso de campos de pulso eléctrico; sin embargo, poco se ha estudiado cómo mejorar este método hormonal de reversión o la búsqueda de alternativas (Abo-Al-Ela, 2018).

La tilapia nilótica, también conocida como tilapia plateada, mojarra lora o mojarra plateada, es una especie filtradora de fitoplancton, cuyo comportamiento en cultivo es omnívoro, con fácil adaptabilidad a aguas salobres y alta resistencia a enfermedades, características que la convierten en una excelente especie para programas de fomento y extensión rural. Tiene buen crecimiento, superando los 800 gramos/año, con producciones superiores a 40 toneladas/hectárea/año en estanques; variedades mejoradas presentan cifras superiores, hecho que la hacen atractiva, especialmente para la producción de filetes destinados al mercado nacional o de exportación (MADR e INCODER, 2006).

La tilapia roja, también conocida como mojarra roja, mojarra cardenal o pargo rojo de agua dulce, es un pez resultante del cruce de varias especies del género Oreochromis provenientes de África e Israel. Esta especie tiene características particulares que la hacen muy atractiva para su producción, tales como ganancia de peso de 600 gramos/año, rendimientos de producción mayores a 600 toneladas/hectárea/año –cuando se utilizan sistemas de cultivo intensivos en jaula o jaulones–, tolerancia a amplios rangos de salinidad y facilidad para la obtención de filetes (MADR y DANE, 2014; MADR e INCODER, 2006).

Proceso productivo de la tilapia

En general, el proceso productivo de tilapia consta de tres etapas: prelevante o alevinaje, levante o preengorde y engorde; sin embargo, algunos piscicultores lo hacen en solo dos, uniendo el alevinaje con el preengorde. En la etapa de alevinaje, se siembran peces con pesos de 1-3 gramos y densidades de siembra de 30-50 peces/m², hasta alcanzar un peso final de 15-20 gramos durante 90 días. En este tiempo, se les suministra alimento del 45-40% de proteína en cantidades equivalentes al 8% de la biomasa (peso de los peces) y 4% al final, distribuido en seis o cuatro raciones diarias. En la segunda etapa, los alevinos con peso promedio de 20 gramos son distribuidos en los estaques en una cantidad de 12 peces/m², en donde permanecerán aproximadamente 2-3 meses, hasta alcanzar un peso promedio de 150 gramos. Por último, en el engorde, los peces de 150 gramos son distribuidos en los estaques de engorde con una densidad de 2-5 peces/m², en donde permanecerán aproximadamente 3-4 meses hasta obtener un peso final entre 420 y 460 gramos (MADR y DANE, 2014; MADR e INCODER, 2006). En la Tabla 1 se indican las características de las etapas del proceso productivo de la tilapia.

TABLA 1. ETAPAS PRODUCTIVAS DEL CULTIVO DE TILAPIA

* Basado en el peso de los peces a alimentar (biomasa).

Fuente: Adaptado de MADR e INCODER (2006).

El cultivo de tilapia en Colombia se da en estanques de tierra de manera semiintesiva, mientras que en los sistemas intensivos y superintensivos se utilizan jaulas y jaulones en cuerpos de agua artificiales, como embalses. En el cultivo en jaulas flotantes se usan cuerpos de agua poco profundos y con pocos recambios de agua, como es el caso de la represa de La Salvajina (cuenca del río Cauca) en Cauca, el embalse del Prado (cuenca del Magdalena) en Tolima y la represa del Guájaro (cuenca del río Magdalena) en Atlántico. El cultivo en jaulones flotantes está concentrado en el embalse de Betania en el Huila (cuenca del río Magdalena), debido a sus características particulares, como son el gran recambio de agua, pues por allí pasa la totalidad del río con profundidades mayores a 20 metros (Meriño et al., 2013). En el país, siete departamentos concentran el 74% de la producción piscícola nacional. En primer lugar, está Huila con el 37%, seguido de Meta (11%), Tolima (10%), Cundinamarca y Boyacá (6%), Antioquia (4%), Córdoba (3%) y Valle del Cauca (3%) (MADR, 2020).

Dado que este texto está enfocado en la encapsulación de probióticos para alimentación de tilapia, el proceso productivo y los sistemas de cultivo de tilapia son descritos de manera superficial, por lo que se recomienda revisar la literatura especializada (Meriño et al., 2013; Hortúa et al., 2013; MADR e INCODER, 2006; MADR y DANE, 2014; Gómez, 2014; FAO, 1993).

Enfermedades en el cultivo de tilapia

La tilapia se ha considerado como uno de los peces cultivados con mayor resistencia a las enfermedades. Sin embargo, las infecciones de origen bacteriano han causado mortalidades en condiciones de cultivo inadecuadas, como altas densidades de siembra, bajas temperaturas y baja calidad del agua, por exceso de desechos nitrogenados, escasa concentración de oxígeno disuelto, presencia de agentes tóxicos, a lo que se suma una inadecuada manipulación, malas condiciones de almacenamiento, el tipo y calidad del alimento. Todo esto puede perturbar el crecimiento y el sistema inmune de los peces, que a su vez se ve afectado por su pérdida del apetito, lo cual facilita la acción de bacterias oportunistas que causan enfermedades y generan finalmente la muerte (Huicab y Landeros, 2016).

En Colombia, el control sanitario de los cultivos acuícolas está a cargo del Instituto Colombiano Agropecuario (ICA), que cuenta con el Programa de Protección Sanitario de las Especies Acuícolas, orientado a la implementación de las medidas sanitarias de prevención y control, para mejorar la producción y contribuir a la seguridad alimentaria con altos estándares de calidad e inocuidad. A nivel mundial, en la lista de enfermedades de declaración obligatoria emitida por la Organización Mundial para la Sanidad Animal (OIE), no se encuentran establecidas enfermedades para la tilapia (OIE, 2019), lo cual da facilidad para el sector productivo, en cuanto a las posibilidades de exportación sin medidas restrictivas por aspectos zoosanitarios; sin embargo, han sido reportadas a nivel mundial varias enfermedades producidas por bacterias, parásitos y virus (Dong et al., 2015; Chitmanat et al., 2016).

En el caso del cultivo de tilapia, los patógenos más reportados a nivel mundial son bacterias: Streptococcus agalactiae, Streptococcus iniae, Flavobacterium columnare, Aeromonas hydrophila, Francisella noatunensis y Edwardsiella tarda (Plumb y Hanson, 2011; Huicab y Landeros, 2016), parásitos: Trichodina spp., Ichthyophthirius sp., Piscinoodinium sp. y Eimeria sp. (Chitmanat et al., 2016; Pantoja et al., 2012) y los virus de tilapia del lago o lacustre, de la necrosis pancreática infecciosa, de la necrosis nerviosa, de la encefalitis de larvas de tilapia, de la necrosis infecciosa de bazo y riñón, y linfocistivirus (Machimbirike et al., 2019). Las principales enfermedades encontradas en los cultivos de tilapia son:

ESTREPTOCOCCOSIS. Considerada una enfermedad septicémica, con una tasa de mortalidad significativa, es causada principalmente por las bacterias S. agalactiae y S. iniae. Los peces infectados con estas bacterias exhiben síntomas clínicos similares, incluyendo letargo, nado errático, postura del cuerpo en forma de C, exoftalmia unilateral o bilateral y falta de apetito (Aquaculture Global Aliance, 2009). Se sabe que el tracto gastrointestinal es la principal vía de entrada de S. agalactiae en la tilapia (Iregui et al., 2016). En Colombia se reportó estreptococcosis por primera vez en 1999 en tilapia roja cultivada en jaulas y a partir de este momento continuaron los reportes en distintos sitios del país relacionados con pérdidas económicas (Pulido et al., 2004; Jiménez et al., 2007; Barato et al., 2015; Hernández et al., 2009) que para el 2008 se calcularon en US$250 millones en todo el mundo (Klesius et al., 2008).

SEPTICEMIA HEMORRÁGICA BACTERIANA. Los peces afectados muestran signos de oscurecimiento, exoftalmia, anorexia, lesiones ulcerosas en la piel, los músculos y la región ocular; deshilachamiento de aletas e inflamación de órganos. Las bacterias asociadas con esta enfermedad, que se han aislado de cultivos latinoamericanos, son: A. hydrophila, E. tarda, Pseudomonas fluorescens, Vibrio spp. (Tartor et al., 2021; AlYahya et al., 2018).

ENFERMEDADES CAUSADAS POR AEROMONAS, género comprendido por cocobacilos gram-negativos, motiles, anaerobios facultativos, que son habitantes normales del agua y del tracto gastrointestinal de animales acuáticos y terrestres, aunque, en condiciones ambientales variables, pueden iniciar procesos patológicos en peces y mamíferos, los cuales se presentan en mayor proporción en juveniles, siendo la piel y las branquias los principales órganos diana (Ahmed et al., 2018). Esta especie causa enfermedades como la septicemia hemorrágica bacteriana, la cual produce oscurecimiento de la piel, afecta el músculo y genera superficies con hemorragias y úlceras en la región ocular, al igual que en la base de las aletas pectorales. El hígado se observa en su parte interna pálido, así como necrosis en el corazón y bazo (AlYahya et al., 2018).

Varios estudios sugieren que las infecciones causadas por A. hydrophila están íntimamente asociadas con cambios en las condiciones ambientales y con factores como altas densidades de cultivo, cambios repentinos en la temperatura del agua, manejo inadecuado de los peces, mala alimentación, niveles elevados de dióxido de carbono, bajas concentraciones de oxígeno disuelto, baja calidad del agua, entre otros factores (Öztürk et al., 2007; Días et al., 2012; Yu et al., 2015). Este género posee factores de virulencia, como los productos extracelulares, factores asociados a plásmidos y sistemas de restricción y modificación. Las proteínas extracelulares secretadas por la bacteria ocasionan mortalidad en los peces (Rodrigues et al., 2005). Por otra parte, Aeromonas veronii también se ha reportado como un agente etiológico causante de mortalidades masivas de tilapia nilótica en India, con síntomas similares a los producidos por la estreptococcosis, incluyendo la exoftalmia bilateral (Raj et al., 2019).

ENFERMEDAD COLUMNARIS. Causada por la bacteria Flavobacterium columnare, esta enfermedad se caracteriza por áreas de erosión o lesiones necróticas poco profundas, de color blanquecino-grisáceo a nivel de las aletas, cabeza y/o cuerpo, al igual que las branquias (Wonmongkol et al., 2018; Sebastião et al., 2011). Además, los peces infectados presentan letargia o flotan en la superficie. La principal causa de muerte está asociada a lesiones en la piel, aletas y branquias en alevinos y larvas. También, cualquier lesión física o situación de estrés inducido por condiciones ambientales puede causar la Columnaris (Plumb y Hanson, 2011).

En cuanto a las enfermedades virales en el cultivo de tilapia, recientemente se reportó la causada por el virus de la tilapia del lago (TiLV) (Eyngor et al., 2014), como enfermedad emergente que está causando pérdidas en los cultivos de tilapia en Colombia y en todo el mundo, con mortalidades de hasta el 90% (OIE, 2018). Tsofack et al. (2017) detectaron por primera vez la presencia de TiLV en muestras de tilapia cultivadas en Colombia. Entre los signos clínicos asociados con esta enfermedad se encuentran lesiones oculares, opacidad del cristalino y, en casos graves, su ruptura. Otras lesiones han sido reportadas, como erosiones dérmicas, hemorragias en las leptomeninges y congestión del bazo. Los órganos con mayor afectación son los ojos, el cerebro y el hígado (Eyngor et al., 2014). Se ha confirmado en un estudio experimental que el TiLV se puede trasmitir horizontalmente por la presencia de peces infectados y sanos en un mismo cultivo, resultando en una mortalidad del 80% (Eyngor et al., 2014). En investigaciones más recientes se ha reportado la presencia del TiLV en las gónadas de peces de tilapia, lo cual indica que este virus se puede trasmitir a los huevos fertilizados y sugiere así una posible trasmisión vertical del virus (Dong et al., 2017; Senapin et al., 2018).

Por otra parte, se han reportado coinfecciones en cultivos de peces, las cuales son comunes en la naturaleza y se dan cuando el pez es infectado por dos o más microorganismos patógenos genéticamente diferentes, donde cada patógeno causa daño al hospedero, en este caso, el pez. La interacción de los microrganismos patógenos puede ser sinérgica o antagonista. Las coinfecciones pueden ser causadas por patógenos homólogos o heterólogos. En las homólogas, las coinfecciones son causadas por dos o más bacterias, dos o más virus, dos o más parásitos, mientras que las heterólogas son causadas por la interacción de bacteria-parasito, parásitovirus, bacteria-virus y hongo-bacteria, principalmente (Kotob et al., 2016; Nicholson et al., 2020).

En el cultivo de tilapia, se presentan estas coinfecciones, las cuales resultan en altas tasas de mortalidad entre las tilapias infectadas, con graves pérdidas económicas para los productores. Sin embargo, las pérdidas económicas en la producción son escasamente tenidas en cuenta en las investigaciones. Se han reportado muchas coinfecciones en tilapia, las cuales se pueden estudiar en mayor detalle en la revisión de literatura realizada por Abdel‐Latif et al. (2020).

Basri et al., (2020) reportaron el primer caso de coinfección por TiLV, A. hydrophila y S. agalactiae en cultivos de tilapia roja (O. niloticus × O. mossambicus) en Malasia. Los peces infectados presentaron letargia, separación del grupo de peces, pérdida de apetito, piel con hemorragia, exoftalmia y engrandecimiento de la vesícula biliar. Assis et al. (2017) reportaron una coinfección de S. agalactiae y F. noatunensis subsp. orientalis en un cultivo de tilapia nilótica en Brasil. En esta investigación determinó que la hipoxia crónica y la reducción en la temperatura del agua fueron factores de riesgo para la coinfección.

Nicholson et al. (2020) infectaron tilapia con TiLV y A. hydrophila en un experimento de laboratorio y encontraron que la tasa de mortalidad acumulada fue del 93%, en el caso de la coinfección, comparada con 0, 34% y 6,7% en el grupo control, TiLV y A. hydrophila, respectivamente. Los autores concluyeron que la coinfección aumentó significativamente la mortalidad y empeoró la gravedad de la enfermedad en la tilapia.

Dada la intensificación de los cultivos, se hace necesario entonces la implementación de protocolos de gestión sanitaria que permitan la prevención y control de enfermedades en toda la cadena de producción, con el fin de mejorar la bioseguridad, el bienestar animal y la seguridad alimentaria en el cultivo de tilapia.

Uso de antibióticos en cultivo de tilapia

Los antibióticos han sido usados en la acuicultura para tratamiento de enfermedades de tipo bacteriano, que en muchos casos se han originado por la intensificación del cultivo de especies acuícolas y la mala calidad del agua (Watts et al., 2017). El uso inadecuado de los antibióticos ha resultado en la aparición de microrganismos resistentes a antibióticos (MRA), los cuales pueden transferir esta resistencia a otros microorganismos presentes en las especies acuáticas, que a su vez se puede trasmitir a animales terrestres y estos finalmente al ambiente del ser humano, y viceversa, todo lo cual tiene un efecto adverso en la salud humana y animal, como también en los ecosistemas acuáticos (Santos y Ramos, 2018). La transferencia de la resistencia de una bacteria a otra se conoce como transferencia horizontal de genes. En este fenómeno, dicha resistencia se puede transferir por medio del ADN (plásmidos) o de porciones de cromosomas que contienen el gen que codifica dicha resistencia. La adquisición de esta resistencia se puede dar por tres vías o mecanismos: conjugación (transferencia de plásmidos), transformación (adquisición de ADN) y transducción (adquisición por un bacteriófago infectado) (FAO, 2005).

Los MRA son responsables de muchas infecciones difíciles de tratar, las cuales requieren antibióticos menos disponibles, más costosos y, usualmente, más tóxicos, dándose casos en los microrganismos se han vuelto resistentes a todos los antibióticos conocidos (ECDC, 2017). A nivel mundial, existen reportes que relacionan el uso de antibióticos con la aparición de MRA en especies como tilapia (Pauzi et al., 2020; García et al., 2021; Rico et al., 2014; Monteiro et al., 2016; Wamala et al., 2018), salmón (Miranda et al., 2018), bagre (Chuah et al., 2016), carpa (Zdanowicz et al., 2020; Patil et al., 2016) y otras (Watts et al., 2017).

En cultivos de tilapia en jaula en ríos de Tailandia, se ha reportado la acumulación de oxitetraciclina (OCT) y enroflozaxina (ENR) en muestras de sedimentos de ríos con concentraciones de 6.908 y 2.339 mg/kg, respectivamente. Además, en esta investigación se encontraron en el agua de cultivo concentraciones de OCT y ENR de 49 y 1,6 µg/L, respectivamente. Los resultados de la investigación concluyeron que el riesgo a corto plazo para los productores primarios e invertebrados no es significativo; no obstante, sugieren que los cultivos estudiados constituyen una fuente importante de polución ambiental por efecto de los antibióticos utilizados (Rico et al., 2014).

En otro estudio, realizado por Monteiro et al. (2016), se evaluó la posible relación entre la presencia de residuos de antibióticos y la ocurrencia de bacterias resistentes a antibióticos en peces de tilapia cultivados en jaulas en Brasil. Se evaluó la presencia de los siguientes antibióticos: oxitetraciclina (OTC), tetraciclina (TC), clorotetracilina (CTC), ciprofloxacina (CFX), enrofloxacina (EFX), sarafloxacina (SAR), norfloxacina (NFX), sulfataziol (STZ), sulfadimetoxina-d6 (SDM-d6), florfenicol (FF), sulfadimetoxina (SDM), sulfametazina (SMZ) y cloranfenicol (CAP). Los peces pequeños presentaron mayores concentraciones de residuos de antibióticos y ocurrencia más frecuente, en comparación con los peces medianos y grandes. OTC fue el antibiótico más detectado en las muestras (31%) en concentraciones de 10-1.379 mg/kg; en el caso de TC, este fue detectado en los peces donde los niveles de OTC fueron superiores. Los mayores contenidos de OTC y TC se encontraron en peces pequeños, cuyos valores estuvieron por encima de los límites máximos establecidos por la Unión Europea (100 mg/kg) y la autoridad competente de Brasil (200 mg/kg). Entre las bacterias patógenas identificadas, se encontraron Pseudomonas, Burkholderia, Pasteurella, Streptococcus y Aeromonas. La mayoría de las bacterias presentaron resistencia a STZ, seguido de TC; esto último se dio cuando la frecuencia de resistencia a FF fue la menor.

En Uganda, Wamala et al. (2018) estudiaron la ocurrencia de patógenos en tilapia nilótica y pez gato africano (Clarias gariepinus) cultivados en estanques, jaulas y medios naturales. Además, evaluaron la resistencia a 15 antibióticos de algunas de las bacterias aisladas. Como resultados principales, se lograron identificar 18 especies bacterianas en total, todas en tilapia, mientras que en el pez gato africano solo se encontraron cuatro especies. De las especies identificadas, que son de particular interés, por su prevalencia en los cultivos, se encontraron: A. hydrophila (43,8%), A. sobria (20,8%), E. tarda (8,3%), Flavobacterium sp. (4,2%) y S. agalactiae (6,3%). De estas bacterias, en particular los aislados de Aeromonas sp. fueron 100% susceptibles a sulfametazol-trimetripin, tetraciclina, gentamicina, estreptomicina, imipenem, ceftriaxona, cloranfenicol, aztreonam, ácido nalidíxico, enrofloxacina, pero fueron 100% resistentes a penicilina y ampicilina. Los autores de esta investigación en sus conclusiones recomiendan el uso de estrategias alternativas a los antibióticos para el control de infecciones bacterianas en los cultivos de peces.

En Colombia, la administración y uso de medicamentos veterinarios en las prácticas pecuarias están regulados por el Instituto Colombiano Agropecuario (ICA), el Instituto Nacional de Vigilancia de Medicamentos y Alimentos (INVIMA) y el Instituto Nacional de Salud (INS) con base a la Resolución 1382 del 2013 del Ministerio de la Protección Social. En dicha resolución se establecen los límites máximos de residuos (LMR) permitidos de medicamentos veterinarios en alimentos de origen animal destinados al consumo humano (Arenas y Melo, 2018).

En el caso de las prácticas para la producción de especies acuícolas, se cuenta de manera adicional con el “Plan nacional de control de residuos de medicamentos veterinarios y otras sustancias químicas para productos de la acuicultura”, cuyo objetivo es “asegurar la inocuidad de los productos de la pesca destinados a la exportación de conformidad con los niveles de residuos de medicamentos veterinarios y otras sustancias químicas exigidos y aceptados en el comercio internacional”. De manera particular, se busca el cumplimiento de lo establecido en la legislación de la Unión Europea. En la Tabla 2 se indican las sustancias a controlar para la tilapia y trucha (INVIMA, 2020).

TABLA 2. SUSTANCIAS A CONTROLAR SEGÚN REQUISITOS DE LA UNIÓN EUROPEA

GRUPO

SUSTANCIA

A1

Estilbenos: Dienestrol, dietilestilbestrol, hexestrol.

A3

Esteroides: Acetato de trembolona, boldenona, metiltestosterona, androlona, estanozolol.

A6

Sustancias incluidas en el Reglamento (UE) 37/2010 como farmacológicamente activas: 1. Cloranfenicol; 2. Metabolitos Nitrofuranos: AHD (nitrofurantoína), AOZ (3-amino-2-oxazolidinona), AMOZ (5-metilmorfolino-3-amino-2-oxazolidinona), SEM (Nitrofurazona).

B1

Sustancias antibacterianas: 1. Doxiciclina; 2. Oxitetraciclina; 3. Tetraciclina; 4. 4 EPI Clortetraciclina; 5. 4 EPI Oxitetraciclina; 6. 4 EPI Tetraciclina; 7. Clortetraciclina; 8. Florfenicol; 9. Tianfenicol; 10. Sulfas: Sulfatiazol, Sulfadimetoxina, Sulfadoxina, Sulfametoxazol, Sulfadiazina.

B3a

1. Compuestos organoclorados: Heptacloro, heptacloro epóxido, 4.4´DDT, 4.4´DDE, 4.4´DDD, Aldrín, Dieldrín, gama clordano, alfa-clordano. 2. Bifenilospoliclorados: PCB 101, PCB 138, PCB 153, PCB 18, PCB 28, PCB 2.

B3c

Elementos químicos: Plomo, cadmio, mercurio.

B3e

Colorantes: Verde de malaquita, verde leuco-malaquita, cristal violeta, leucocristal violeta.

* Durante los últimos años se han venido monitoreando los bifenilos policlorados, Aroclor 1254, Aroclor 1242, Aroclor 1016 y Aroclor 1260, obteniendo resultados inferiores al límite de cuantificación, por lo que a partir de este año se ha decidido monitorear PCB 101, PCB 138, PCB 153, PCB 18, PCB 28, PCB 52.

Fuente: INVIMA (2020).

Según este mismo documento, en los cultivos de camarón, trucha y tilapia no se utiliza dietilestilbestrol, zeranol, ampicilina, eritromicina, amoxicilina, sulfadoxina, trimetoprima e ivermectina, pues estas sustancias no representan un riesgo en términos de calidad e inocuidad del producto, por lo que su monitoreo no se ve necesario.

La resistencia a agentes antimicrobianos es un problema prioritario de seguridad global, que afecta a las especies acuícolas, al ser humano y al ambiente de manera codependiente, por lo que se precisa la adopción de medidas para frenar el uso descontrolado de los antibióticos y buscar alternativas para la prevención de enfermedades de origen bacteriano (Santos y Ramos, 2018). La iniciativa mundial denominada One Health propone como plan de mitigación el Plan Estratégico Nacional de Resistencia Antimicrobiana que pretende lograr una reducción del 20% en el uso de antibióticos para humanos y 30% de uso de antibióticos para tratamiento animal (Yewale, 2014; Booton et al., 2021; WHO, 2014).

Se han investigado diferentes alternativas biotecnológicas, como la selección de poblaciones de peces resistentes a enfermedades específicas (Barría et al., 2021; 2020), inmunoestimulantes (Villamil et al., 2018), las vacunas (Hoare et al., 2021), los probióticos (Villamil y Esguerra, 2017), los prebióticos (Souza et al., 2020), los simbióticos (Al-Deriny et al., 2020) y los productos vegetales medicinales (Abarike et al., 2020), entre otras, para mejorar la salud de poblaciones de peces como tilapia y así prevenir efectos indeseables por el uso indebido de antibióticos en la salud del pez y su ecosistemas acuático (Melo et al., 2021). De estas alternativas, los probióticos se muestran como una opción amigable con el medio ambiente que le confiere muchos beneficios al pez y a su entorno, como ganancia de peso, mejor absorción de nutrientes, resistencia a patógenos, mejoramiento de la calidad del agua, entre otros (Chauhan y Singh, 2019; Sayes et al., 2018).

2. Uso de probióticos en tilapia

Resumen

Los probióticos son una alternativa al uso de antibióticos para el control de enfermedades en piscicultura. Este término se refiere a microorganismos, principalmente bacterias y levaduras, que cuando se administran pueden colonizar el tracto gastrointestinal de los organismos cultivados y generar efectos positivos en la salud y el crecimiento mediante la estimulación del sistema inmune, la producción de metabolitos favorables a la digestión del pez y su sistema inmunitario e incluso son capaces de inactivar potenciales patógenos, como virus y bacterias, a través de distintos mecanismos. Entre los géneros bacterianos más estudiados están Lactobacillus, Lactococcus y Bacillus. Su producción y uso a escala comercial están regulados en Colombia por el Instituto Colombiano Agropecuario (ICA) y el Instituto Nacional de Vigilancia de Medicamentos y Alimentos (INVIMA); en EE. UU. por la Food and Drug Administration (FDA) y en la Unión Europea por la Comisión del Código Alimentario y la Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA).

Palabras clave: Crecimiento, inmunomodulación, probióticos, resistencia a patógenos, tilapia.

Definición, características y clasificación

Los probióticos se definen como microorganismos vivos que, ingeridos en cantidades suficientes, tienen un efecto benéfico en la salud de hospedero (FAO, 2016). Para que un microorganismo sea clasificado como probiótico debe cumplir varios requisitos, como ser inocuo, resistir pH bajos y altas concentraciones de sales biliares, efecto antimicrobiano, buena adhesión y colonización en las paredes del intestino, no ser resistente a antibióticos, autóctono, actividad enzimática extracelular, entre otros (Banerjee y Ray, 2017). Los probióticos pueden clasificarse según su origen (bacterianos y no bacterianos), la formación de esporas (esporulados y no esporulados), la composición (monoespecie y consorcio) y el aislamiento (autóctonos o alóctonos) (FAO, 2016).

Mecanismos de acción y beneficios de los probióticos

Los probióticos tienen diferentes modos de acción para proteger al hospedero de patógenos que atacan principalmente el intestino y su microbiota (Chauhan y Singh, 2019). Dentro de estos mecanismos se encuentran la actividad antagónica, la exclusión competitiva, la modulación del sistema inmune, las competencias por nutrientes y la disrupción del quorum sensing (QS) del patógeno (Banerjee y Ray, 2017; Hai, 2015; Mohapatra et al., 2013; Pandiyan et al., 2013; Simón et al., 2021). La actividad antagonista consiste en la producción de sustancias como las bacteriocinas, con el fin de inhibir o eliminar los microorganismos patógenos (Zorriehzahra et al., 2016). La exclusión competitiva es un fenómeno en el cual es probiótico coloniza las paredes de la mucosa intestinal y bloquea los lugares de adhesión del patógeno, con lo cual reduce los efectos adversos que pueda sufrir el hospedero (Melo et al., 2019). La modulación del sistema inmune o inmunomodulación consiste en la modulación de factores celulares y humorales a nivel intestinal o sistémico, la secreción de anticuerpos y la expresión de genes que modifican la respuesta génica del hospedero y lo hacen más resistente al patógeno (Akhter et al., 2015). La competencia por nutrientes es un factor muy importante, ya que de esto depende la supervivencia del probiótico, y como este consume todos los nutrientes disponibles, crea un ambiente adverso para el microrganismo patógeno, hasta que este finalmente muere (Pérez et al., 2014). Por último, la disrupción del QS es un nuevo mecanismo de acción de los probióticos propuesto contra los patógenos, y consiste en la liberación de sustancias por parte del probiótico que inhiben el QS del patógeno y afectan la expresión de genes necesarios para su supervivencia, así como de factores de virulencia (Chauhan y Singh, 2019).

Los mecanismos de acción anteriormente descritos tienen una serie de efectos benéficos en la salud del hospedero, entre los cuales están: la mayor absorción de nutrientes, el mejoramiento del sistema inmune, la resistencia a patógenos, una más alta tasa de supervivencia, el aumento de parámetros productivos (ganancia de peso, tasa específica de crecimiento, tasa de conversión alimentaria), la modulación de la microbiota, la producción de enzimas extracelulares para mejorar el metabolismo del pez (Chauhan y Singh, 2019; Kuebutornye et al., 2020; Sayes et al., 2018).

Fuentes para el aislamiento de microorganismos probióticos

Muchos de los probióticos son aislados de fuentes naturales, como el tracto gastrointestinal (estómago, intestino), branquias, riñón, gónadas y otros órganos internos de especies piscícolas (Chauhan y Singh, 2019), ya que estos pueden ser más eficientes que los obtenidos de otras fuentes (Pérez et al., 2014). Varios microorganismos con características probióticas han sido aislados de especies de tilapia, como bacterias de los géneros Lactobacillus (L. plantarum, L. fermentum, L. delbrueckii), Lactococcus (L. lactis), Bacillus (B. megaterium, B. polymyxa, B. subtilis, Bacillus mojavensis, Bacillus sonorensis, Bacillus endophyticas), Leuconostoc (Leuconostoc mesenteroides), Enterococcus (Enterococcus faecium y Enterococcus durans), entre otros (Etyemez y Balcazar, 2016; Gutiérrez et al., 2017; Kaktcham et al., 2019; Kaktcham et al., 2019; Kaktcham et al., 2018; Kuebutornye et al., 2020; Melo et al., 2019; Paray et al., 2018; Reda et al., 2018; Sookchaiyaporn et al., 2020; Villamil y Esguerra, 2017; Zapata y Lara, 2012).

Probióticos utilizados en el cultivo de tilapia

Entre los probióticos más usados en la alimentación de los peces, que han demostrado efectos benéficos en el microbiota, se encuentran bacterias gram-positivas como Bacillus, Micrococcus; bacterias ácido lácticas (BAL) como Carnobacterium, Enterococcus, Streptococcus, Pediococcus, Lactobacillus, Lactococcus y Leuconostoc; y gram-negativas como Phaeobacter y Shewanella. Adicionalmente, se ha reportado el uso de levaduras como Saccharomyces cerevisiae (Merrifield y Carnevali, 2014; Melo et al., 2021). De estos microorganismos, las BAL son de gran importancia, por su capacidad para producir ácido láctico durante la fermentación de sustancias extracelulares de gran interés, como azúcares, péptidos, enzimas, aminoácidos y bacteriocinas, teniendo, estas últimas, propiedades antimicrobianas (Mora et al., 2020; Ringø et al., 2018). En la Tabla 3 se describen algunos probióticos utilizados en la alimentación de tilapia. En muchas de estas investigaciones el uso del probiótico, en comparación con el control (dieta sin probiótico), mejoró parámetros productivos, como ganancia de peso, tasa específica de crecimiento y conversión alimentaria. Por otro lado, de estas investigaciones solo en 17 se evaluó la resistencia a patógeno en condiciones experimentales, donde se infectaron los peces con S. agalactiae (47,06%) y A. hydrophila (29,40%), principalmente, presentándose en muchos casos que la administración del probiótico al pez aumentó de manera significativa la tasa de supervivencia (60-90%) en comparación con el grupo control (14-55%).

TABLA 3. PROBIÓTICOS UTILIZADOS EN EL CULTIVO DE TILAPIA

PEZ

PROBIÓTICO(S)

REFERENCIA

Tilapia nilótica (O. niloticus)

Bacillus spp. (B. subtilis y B. licheniformis)

Abarike et al. (2020)

Bifidobacterium sp., L. acidophilus y E. faecium

Cavalcante et al. (2020)

Bacillus velezensis, Bacillus cereus y Lactobacillus casei

Chen et al. (2020)

Bacillus spp. (B. velezensis, B. subtilis y B. amyloliquefaciens)

Kuebutornye et al. (2020)

Bacillus spp.

Sookchaiyaporn et al. (2020)

S. cerevisiae y Bacillus spp. (B. subtilis, B. megaterium y B. licheniformis)

Sutthi y Doan (2020)

L. lactis

Xia et al. (2020)

Pseudomonas putida y Organic Green™: L. acidophilus, B. subtilis, Saccharomyces y Aspergillus oryzae (probióticos utilizados individualmente)

Abomughaid (2020)

L. lactis

Xia et al. (2019)

L. plantarum

Van Doan et al. (2019)

Clostridium butyricum

Li et al. (2019)

L. rhamnosus y L. lactis

Xia et al. (2018)

L. plantarum

Van Doan et al. (2018)

B. subtilis

Galagarza et al. (2018)

PowerLac™: Lactobacillus lactis

Suprayudi et al. (2017)

L. plantarum

Van Doan et al. (2017)

Exigobacterium sp. I9, Enterococcus faecalis I15 y Myroides odoratimimus I19

Villamil y Esguerra (2017)

Bacillus spp. (B. subtilis, B. pumilus y B. licheniformis)

Adeoye et al. (2016)

B. subtilis

Liu et al. (2017)

AquaStaR™ Growout: B. subtilis, E. faecium, L. reuteri y Pediococcus acidilactici

Standen et al. (2016)

L. plantarum

Van Doan et al. (2016)

B. amyloliquefaciens

Reda y Selim (2015), Selim y Reda (2015)

L. acidophilus

Villamil et al. (2014)

B. licheniformis

Hassaan et al. (2014)

P. acidilactici

Standen et al. (2013)

L. rhamnosus

Pirarat et al. (2011)

Tilapia roja (Oreochromis spp.)

Lactobacillus (L. plantarum, L. pentosus y L. rhamnosus)

Vela-Gutiérrez et al. (2017)

Bacillus spp. y Pediococcus sp.

Ng et al. (2014)

Híbrido de tilapia roja (Oreochromis spp.)

Bacillus spp. (B. subtilis, B. pumilus y B. licheniformis)

Waiyamitra et al. (2020)

Tilapia mosambica (Oreochromis mossambicus)

B. licheniformis

Gobi et al. (2018)

Híbrido de tilapia (O. niloticus × O. aureus)

C. butyricum

Poolsawat et al. (2020)

En experimentos in vivo con tilapia, también se han utilizado probióticos comerciales registrados, como BioPlus 2B (mezcla B. subtilis y B. licheniformis), AquaStar (Bacillus sp., Lactobacillus sp., Pediococus sp. y Enterococcus sp.), Sanolife (B. subtilis, B. licheniformis y B. pumilis), Protexin (B. licheniformis, B. subtilis, B. circulans, B. laterosporus y B. polymyxa), PAS-TR (B. subtilis y B. cereus), PondPlus (B. subtilis, dos cepas de B. licheniformis, dos cepas de B. amyloliquefaciens, B. megaterium y B. pumilis), entre otros (Melo et al., 2021). En otras investigaciones se han utilizado probióticos como B. animalis y Bifidobacterium lactis (Sahandi et al., 2019), Bacillus sp., Enterococcus sp., Pedicoccus sp. y Lactobacillus sp. (Ramos et al., 2015), L. rhamnosus (Hooshyar et al., 2020) y P. acidilactici (Hoseinifar et al., 2015) en la alimentación de trucha arcoíris (O. mykiss).

Métodos de administración de los probióticos a los peces

Los probióticos pueden ser administrados a los peces directamente en el agua (Xia et al., 2019; Sutthi y Doan 2020) o como un suplemento dietario (Merrifield et al., 2010). El suplemento se puede administrar al pez: a) mezclado con la dieta comercial; b) recubriendo la dieta comercial; c) encapsulado en alimento vivo (rotíferos o artemias); y d) vía inyección (Jahangiri y Esteban, 2018). En el primero, la dieta comercial es triturada, posteriormente el probiótico (encapsulado o no) es adicionado a la mezcla y esta es extruida para la obtención de alimento concentrado (pellets). Después, los pellets son secados de manera convectiva y, por último, almacenados hasta su posterior uso en la alimentación de los peces (Adeoye et al., 2016; Poolsawat et al., 2020; Chen et al., 2020; Kumaree et al., 2015; Gobi et al., 2018). En el segundo, la dieta comercial, ya extruida, es recubierta con la suspensión del probiótico (encapsulado o no) mediante aspersión (Amir et al., 2019; 2018) o adicionada a la dieta ya extruida (Londoño et al., 2017; Waiyamitra et al., 2020) y después es secada y almacenada hasta su uso. Para la incorporación de probióticos en alimento vivo, sean rotíferos o artemias, estos son alimentados inicialmente con levaduras y microalgas. Posteriormente, el alimento vivo es colocado en una suspensión del probiótico y, transcurrido un tiempo, los peces son alimentados con este alimento enriquecido con el probiótico (Azimirad y Meshkini, 2017; Villamil et al., 2010; Vázquez et al., 2017). Por último, la administración de probióticos mediante inyección puede ser por vía intramuscular o intraperitoneal (LaPatra et al., 2014).

Para el caso de los probióticos mezclados con la dieta comercial y luego extruidos, el proceso implica el uso de temperaturas elevadas (90-140° C) (Wang et al., 2021) por cortos periodos de tiempo (Delgado y Reyes, 2018), lo cual puede afectar la viabilidad del probiótico durante este proceso y producir reducciones logarítmicas (log₁₀)¹ en el rango de 0,15-0,70 unidades formadoras de colonia (UFC) por gramo de producto final (log UFC/g) (Sribounoy et al., 2021; Kumaree et al., 2015). Las bacterias del género Bacillus tienden a ser más termorresistentes que las ácido lácticas, debido a que tienen la capacidad de formar esporas, lo cual les permite tolerar condiciones ambientales extremas (De Araújo et al., 2018).

Además del método de administración, existen otros factores que influyen en los beneficios que confiere el probiótico al pez, como la especie, la concentración de los microorganismos, el tiempo de administración, la etapa de cultivo, entre otros factores (Hai, 2015; Jahangiri y Esteban, 2018). En las investigaciones descritas en la Tabla 3, los probióticos se mezclaron con la dieta comercial en concentraciones de 10⁴ hasta 10¹⁰ UFC/g, siendo el rango de concentración más utilizado en que está entre 10⁶ y 10⁸ UFC/g. Tanto con la concentración más alta como con la más baja, la suplementación con probióticos tuvo un efecto significativo superior al presentado en los peces del grupo control (sin probiótico) en los parámetros productivos evaluados. La alimentación de los peces con probióticos en pruebas experimentales se dio en periodos de 15 días a 120 días, siendo el lapso de 30-60 días el más utilizado. Por último, los peces usados en las pruebas experimentales estuvieron en un rango de peso amplio (0,2-161 g), distribuyéndose de la siguiente manera: 0,2-1,0 g (6,25%), > 1-10 g (31,25%), > 10-25 g (18,75%) y > 25 g (43,75%). Aunque no existe un estándar para la concentración mínima de probiótico (UFC/g) al momento de la suplementación de la dieta comercial, se recomienda usar mínimo 10⁶ UFC/g de dieta (Sribounoy et al., 2021). Con respecto a la etapa de crecimiento, en la cual se debe suministrar el probiótico al pez, tampoco hay un estándar; sin embargo, se recomienda que desde el inicio de la etapa larvaria se administre al pez el probiótico (10⁴-10⁸ UFC/ml de agua) (Xia et al., 2019), debido que su tracto digestivo no está completamente desarrollado y la microbiota estará modulada por los probióticos administrados a través del agua y el alimento (Gatesoupe, 1999; Jahangiri y Esteban, 2018; Butt y Volkoff, 2019).

La selección del método de administración del probiótico va a depender del hábito de alimentación del pez (si se alimenta en la superficie, en la parte media o en el fondo del espejo de agua), como también del mecanismo o los mecanismos de acción del probiótico dentro del tracto gastrointestinal del pez (Dawood y Koshio, 2016; Masoomi et al., 2019).

Regulación del uso de probióticos en alimentación animal

Los avances en el conocimiento de microbiota del tracto gastrointestinal de los animales y sus mecanismos de acción han aumentado el uso de los probióticos en la alimentación animal. Es por eso que existe un gran interés en la regulación de estos productos, con el fin de proteger la salud de los seres humanos, los animales y el medio ambiente, ya que los probióticos pueden ser inactivados en el tracto gastrointestinal y a la vez interactuar con los genes del hospedero (FAO, 2016). Existen diferentes normas que regulan el uso de probióticos en la piscicultura, entre las que se encuentran: el “Código de prácticas sobre buena alimentación animal” CAC/RCP 54-2004 de la Comisión del Código Alimentario (CAC, 2004), la Regulación (EC) 1831/2003 de la Unión Europea (European Commission, 2003), la norma CPG Sec. 689.100 de la Administración de Medicamentos y Alimentos de los Estados Unidos (FDA, 1995) y la Resolución 61252/2020 del ICA (2020).

Aunque en algunas de las normas que regulan el uso de probióticos en acuicultura no se establece una concentración mínima de microrganismos en el alimento, se fijan los requerimientos para todo lo relacionado con la administración de los probióticos al pez, las condiciones de calidad mínima de los alimentos destinados a los animales, la dosis del probiótico y la declaración de los beneficios que ofrece al animal. Como se describió anteriormente, no se ha establecido una dosis mínima (UFC/g) de probióticos para alimentación de peces, pero el rango más utilizado es de 10⁶-10⁸ UFC/g de alimento, siendo la concentración mínima recomendada 10⁶ UFC/g (Sribounoy et al., 2021). Para productos destinados al consumo humano, el contenido de probióticos del alimento debe estar entre 10⁶-10⁷ UFC/g, lo que asegura una ingesta diaria de 10⁸-10⁹ UFC en una porción de 100 gramos de alimento (Mendes y Chronakis, 2021; Champagne et al., 2011).

Comisión del Codex Alimentarius (CAC)

Creada originalmente por la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAO) y la Organización Mundial de la Salud (OMS), la CAC estableció el “Código de prácticas sobre buena alimentación animal” CAC/RCP 54-2004, el cual establece las prácticas necesarias para la producción de alimentos para animales, con el fin de asegurar su salud y la del consumidor final, en este caso, el ser humano. Esta misma norma define como aditivo alimentario “cualquier sustancia agregada intencionalmente, que normalmente no es consumida como alimento, que puede o no tener un valor nutricional y la cual afecta las características del alimento o del producto final de origen animal”. La definición de aditivo incluye microorganismos, enzimas, reguladores de acidez, microelementos, vitaminas y otros productos que pueden estar en este grupo, dependiendo del uso y el método de administración (CAC, 2004).

Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA)

La Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (European Food Safety Authority - EFSA) es la encargada en la Unión Europea (UE) de vigilar y regular todo lo relacionado con este asunto. La UE aplica regulaciones muy estrictas para la evaluación de los probióticos, para la cual los productores de estos insumos deben mostrar evidencia sobre la identidad, seguridad y eficacia del producto, debiendo ser evaluadas estas propiedades por un comité científico de expertos (European Commission 2003). Así, los productos que se quiera vender como probióticos deben cumplir con lo establecido en la Regulación (EC) 1831/2003 en lo relacionado con aditivos para uso en nutrición animal. Esta regulación define como aditivo alimentario toda “sustancia, microorganismo o preparación diferente al alimento o premezcla, las cuales son intencionalmente adicionadas al alimento o al agua, con el fin de mejorar las características del alimento que, al ser consumido por el animal, puede mejorar su desempeño, por la modulación del microbiota gastrointestinal, entre otras características” (European Commission 2003). Adicionalmente, la Comisión analiza las condiciones de seguridad para los animales de destino, el consumidor y el medio ambiente y verifica la eficacia del producto en condiciones específicas propuestas. En enero de 2021, la EFSA publicó la nueva “Guía de orientación para la renovación de la autorización de aditivos” para pienso de animales (Bampidis et al., 2021).

Administración de Medicamentos y Alimentos (FDA)

La FDA es la agencia del gobierno de los Estados Unidos responsable de proteger la salud pública mediante la regulación de los medicamentos de uso humano y veterinario, vacunas y otros productos biológicos, dispositivos médicos, abastecimiento de alimentos en el país, los cosméticos, los suplementos dietéticos y los productos que emiten radiaciones (FDA, 2018). La FDA, en la norma CPG Sec. 689.100, define los probióticos como productos que contienen células vivas (viables) de microorganismo, tales como bacterias y/o levaduras. Además, establece que el etiquetado y materiales promocionales, incluyendo la publicidad del probiótico, debe declarar, sugerir o implicar los efectos benéficos para el animal (FDA, 1995). LA FDA cuenta con la Oficina de Evaluación de Nuevos Medicamentos Animales (ONADE), del Centro de Medicina Veterinaria (CVM), que trabaja con varias agencias gubernamentales y asociaciones de acuicultura para incrementar la cantidad de medicamentos seguros y efectivos que pueden ser utilizados por la industria de la acuicultura. La guía CVM GFI #53 incluye aspectos sobre la evaluación de la utilidad de aditivos para alimentos de animales acuáticos (FDA, 1994).

Instituto Colombiano Agropecuario (ICA)

El ICA es la entidad encargada de realizar la vigilancia y el control de los aspectos relacionados con la sanidad animal y vegetal en Colombia. La Resolución 61252 del 3 de febrero del 2020 establece los “requisitos y el procedimiento para el registro de los fabricantes e importadores de alimentos para animales, así como los requisitos y el procedimiento para el registro de alimentos para animales y se dictan otras disposiciones”. Esta norma define aditivo alimentario como “un ingrediente o combinación de ingredientes agregados naturales o sintéticos que se agregan a los alimentos para animales con el objetivo de mejorar su presentación, palatabilidad, condiciones de conservación o bien para provocar un efecto metabólico especifico no terapéutico y que ha sido evaluado como seguro bajo las condiciones de su uso previsto”. Esta misma resolución define los probióticos como “cepas de microorganismos benéficos vivos que conservan sus actividades fisiológicas y metabólicas, mezclados con sus metabolitos y medios en los cuales crecieron. Los probióticos favorecen diversas funciones del organismo” (ICA, 2020). Además, el ICA tiene varias directivas técnicas para los alimentos destinados a animales con respecto a su composición (DIP-30-100-001), presencia de micotoxinas (DIP-30-100-002), parámetros microbiológicos (DIP-30-100-003) y uso de sales mineralizadas (DIP-30-100-004) (ICA, 1999).

Por otro lado, se encuentra la Norma Técnica Colombiana NTC 3688, la cual establece los requisitos que debe cumplir el alimento completo para peces y los ensayos a los cuales se debe someter. Esta norma define el alimento completo para pez como

... el producto alimenticio resultante de la mezcla final de materias primas de origen vegetal, animal, vitaminas, minerales y aminoácidos definidas en las normas correspondientes, además puede contener aditivos no nutricionales aprobados por la autoridad competente. Este producto es capaz de satisfacer todos los requerimientos nutricionales de estas especies para una determinada edad y propósito como única fuente de alimento. (ICONTEC, 1994)

3. Producción de probióticos

Resumen

Este capítulo presenta los diferentes enfoques que implican la producción de probióticos. Se describen las principales etapas de producción: la selección de los microrganismos, la preparación del medio de cultivo, la producción de los microorganismos en biorreactor y algunos procesos de estabilización, como el secado. Iniciando por la selección del microorganismos, se describen algunas condiciones de interés, como la resistencia a condiciones de pH y sales biliares adversas, el no mostrar resistencia a antibióticos, la capacidad de adhesión, entre otras. Posteriormente, se describen algunos subproductos de algunas cadenas agroalimentarias como base del medio de cultivo a utilizar. También se mencionan algunas estrategias de producción de los probióticos, ya sea en monocultivo o en consorcio, y el uso de diferentes estrategias en biorreactores para garantizar el crecimiento de los microorganismos seleccionados, en una concentración suficientemente